小動物活體成像實驗步驟通常包括光學標記、構建動物模型和活體動物成像三大部分，以下是詳細的實驗步驟：

一、光學標記

質粒構建與擴增純化

制備帶有熒光素酶報告基因（如luc基因）或編碼熒光蛋白基因的真核表達質粒。

對質粒進行擴增和純化，以獲得足夠的質粒用于細胞轉染。

細胞轉染與篩選

選擇對數生長期的目標細胞，將細胞接種于培養板中，待細胞融合度達到適宜范圍（如80%~90%）后進行轉染。

將目標細胞、脂質體轉染試劑及足量的質粒載體懸浮液共培養一段時間（如6小時），之后補充新鮮的培養液。也可采用電轉染等方式提高轉染效率。

轉染后，使用抗生素（如G418）進行篩選，直至出現單細胞抗性克隆。

對單一抗性克隆進行傳代培養，并使用熒光素酶活性檢測系統檢測熒光素酶活性，保留熒光值高的細胞克隆繼續傳代培養。

陽性克隆鑒定

經過多代傳代培養后，再次檢測熒光素酶活性，保留熒光值維持較高的克隆直至穩定。

熒光素酶活性最高的幾個克隆即為陽性克隆，可用于后續的動物模型構建。

二、構建動物模型

細胞準備

將篩選出的陽性克隆細胞進行擴增培養，直至達到足夠的數量。

使用適當的細胞懸液（如PBS）將細胞重懸至適宜的濃度。

動物選擇與麻醉

選擇適宜的實驗動物（如小鼠），并根據實驗需求選擇性別、年齡和體重等。

對實驗動物進行麻醉，以確保其在成像過程中保持靜止。

細胞接種

根據實驗目的選擇適當的接種方式（如尾靜脈注射、皮下移植、原位移植等）。

將準備好的細胞懸液接種到實驗動物的體內，并觀察其生長和轉移情況。

三、活體動物成像

成像前準備

將實驗動物放入成像暗箱平臺中，并調整平臺的升降以獲得合適的視野。

根據成像需求選擇合適的激發和發射濾片（對于熒光成像）或注射相應的底物（對于生物發光成像）。

成像操作

對于熒光成像，打開激發光源并拍攝熒光圖像。

對于生物發光成像，在注射底物后等待一段時間（如10分鐘），然后關閉外界光源并拍攝由實驗動物體內發出的光。

將拍攝的背景圖與生物發光圖像疊加，以清晰地顯示實驗動物體內光源的位置。

圖像分析

使用專業的圖像分析軟件對拍攝的圖像進行處理和分析。

選定感興趣的區域進行測量和數據處理，以獲得實驗數據。

后續處理

根據實驗需求對實驗動物進行后續處理，如取腫瘤組織進行病理形態學分析等。

以上步驟可能因實驗條件、實驗動物和成像技術的不同而有所差異。在實際操作中，應根據具體情況進行調整和優化。同時，實驗過程中應嚴格遵守相關的實驗規范和倫理要求。